Особенности роста и развития пыльцевых трубок ели (Picea abies (L.) Karst. × P. obovata Ledeb.) in vitro

Мұқаба

Дәйексөз келтіру

Толық мәтін

Ашық рұқсат Ашық рұқсат
Рұқсат жабық Рұқсат берілді
Рұқсат жабық Тек жазылушылар үшін

Аннотация

Изучено влияние состава сахаров и pH питательной среды на рост и развитие пыльцевых трубок у интрогрессивного гибрида ели европейской и сибирской (Picea abies (L.) Karst. × P. obovata Ledeb.) in vitro. Показана динамика роста пыльцевых трубок ели. Установлено, что относительно высокая скорость роста пыльцевых трубок во многом обуславливает особенности физиологии их развития. Описана картина быстрого синтеза целлюлозы в процессе гидратации пыльцевых зерен ели. Выявлены различия компонентного состава пыльцы и пыльцевых трубок. Содержание белков, аминокислот, РНК, ДНК, липидов и полисахаридов по градиенту длины пыльцевых трубок у ели возрастали скачкообразно по направлению к растущему кончику и стабилизировались по достижении примерно половины их максимальной длины. При этом общее содержание углеводов в пыльцевых трубках по градиенту длины практически не изменялось. Описаны процессы формирования на поверхности пыльцевых трубок внешних колец, состоящих в основном из целлюлозы и каллозы. Высказано предположение, что такие кольца могут участвовать в регулировании тургора и в частичной компартментализации протопласта в пыльцевых трубках ели. Каллозу в пыльцевых трубках у ели следует рассматривать как ситуативный антистрессовый полисахарид, который не является постоянным компонентом стенки трубки.

Толық мәтін

Рұқсат жабық

Авторлар туралы

М. Сурсо

Федеральный исследовательский центр комплексного изучения Арктики им. академика Н.П. Лаверова Уральского отделения Российской академии наук

Хат алмасуға жауапты Автор.
Email: surso@fciarctic.ru
Ресей, Архангельск

Әдебиет тізімі

  1. Fernando D.D., Quinn Ch.R, Brenner E.D., Owens J.N. Male gametophyte development and evolution in extant Gymnosperms // Int. J. Plant Dev. Biol. 2010. V. 4. P. 47.
  2. Breygina M., Klimenko E., Schekaleva O. Pollen germination and pollen tube growth in Gymnosperms // Plants. 2021. V. 10. P. 1301. https://doi.org/10.3390/plants10071301
  3. Derksen J., Li Y.-Q., Knuiman B., Geurts H. The wall of Pinus sylvestris L. pollen tubes // Protoplasma. 1999. V. 208. P. 26. https://doi.org/10.1007/BF01279072
  4. Mollet J.-C., Leroux C., Dardelle F., Lehner A. Cell wall composition, biosynthesis and remodeling during pollen tube growth // Plants. 2013. V. 2. P. 107. https://doi.org/10.3390/plants2010107
  5. Justus C.D., Anderhag P., Goins J.L., Lazzaro M.D. Microtubules and microfilaments coordinate to direct a fountain streaming pattern in elongating conifer pollen tube tips // Planta. 2004. V. 219. P. 103. https://doi.org/10.1007/s00425-003-1193-2
  6. Chebli Y., Kroeger J., Geitmann A. Transport logistics in pollen tubes // Mol. Plant. 2013. V. 6. P. 1037. https://doi.org/10.1093/mp/sst073
  7. Li G.-P., Huang Q.-C., Yang L.-S., Qin G.-Y. In vitro pollen germination and pollen tube growth of Pinus thunbergii // Forest Research. 2007. V. 20. P. 224.
  8. Krichevsky A., Kozlovsky S.V., Tian G.W., Chen M.H., Zaltsman A., Citovsky V. How pollen tubes grow // Dev. Biol. 2007. V. 303. P. 405. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2006.12.003
  9. Williams J.H., Edwards J.A., Ramsey A.J. Economy, efficiency, and the evolution of pollen tube growth rates // Am. J. Bot. 2016. V. 103. P. 471. https://doi.org/10.3732/ajb.1500264
  10. Schlüpmann H., Bacic A., Read S.M. Uridine-diphosphate glucose metabolism and callose synthesis in cultured pollen tubes of Nicotiana alata Link et Otto // Plant Physiol. 1994. V. 105. P. 659. https://doi.org/10.1104/pp.105.2.659
  11. Ferguson C., Teeri T.T., Siika-aho M., Read S.M., Bacic A. Location of cellulose and callose in pollen tubes and grains of Nicotiana tabacum // Planta. 1998. V. 206. P. 452. https://doi.org/10.1007/s004250050421
  12. Chebli Y., Kaneda M., Zerzour R., Geitmann A. The cell wall of the Arabidopsis pollen tube – spatial distribution, recycling, and network formation of polysaccharides // Plant Physiol. 2012. V. 160. P. 1940. https://doi.org/10.1104/pp.112.199729
  13. Mogami N., Miyamoto M., Onozuka M., Nakamura N. Comparison of callose plug structure between dicotyledon and monocotyledon pollen germinated in vitro // Grana. 2006. V. 45. P. 249. https://doi.org/10.1080/00173130600726687
  14. Nishikawa S., Zinkl G.M., Swanson R.J., Maruyama D., Preuss D. Callose (β-1,3 glucan) is essential for Arabidopsis pollen wall patterning, but not tube growth // BMC Plant Biol. 2005. V. 5. P. 22. https://doi.org/10.1186/1471-2229-5-22
  15. Li Y.-Q., Moscatelli A., Cai G., Cresti M. Functional interactions among cytoskeleton, membranes, and cell wall in the pollen tube of flowering plants // Int. Rev. Cyt. 1997. P. 133. https://doi.org/10.1016/s0074-7696(08)61610-1
  16. Parre E., Geitmann A. More than a leak sealant. The mechanical properties of callose in pollen tubes // Plant Physiol. 2005. V. 137. P. 274. https://doi.org/10.1104/pp.104.050773
  17. Williams J.H. Novelties of the flowering plant pollen tube underlie diversification of a key life history stage // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2008. V. 105. P. 11259. https://doi.org/10.1073/pnas.0800036105
  18. Yatomi R., Nakamura S., Nakamura N. Immunochemical and cytochemical detection of wall components of germinated pollen of Gymnosperms // Grana. 2002. V. 41. P. 21. https://doi.org/10.1080/00173130260045468
  19. Chen T., Wu X., Chen Y., Li X., Huang M., Zheng M., Baluška F., Šamaj J., Lin J. Combined proteomic and cytological analysis of Ca2+-calmodulin regulation in Picea meyeri pollen tube growth // Plant Physiol. 2009. V. 149. P. 1111. https://doi.org/10.1104/pp.108.127514
  20. Chichiriccò G., Spanò L., Torraca G., Tartarini A. Hydration, sporoderm breaking and germination of Cupressus arizonica pollen // Plant Biol. 2009. V. 11. P. 359. https://doi.org/10.1111/j.1438-8677.2008.00134.x
  21. Pacini E., Franchi G.G., Ripaccioli M. Ripe pollen structure and histochemistry of some Gymnosperms // Plant Syst. Evol. 1999. V. 217. P. 81. https://doi.org/10.1007/BF00984923
  22. Parrotta L., Faleri C., Del Casino C., Mareri L., Aloisi I., Guerriero G. Biochemical and cytological interactions between callose synthase and microtubules in the tobacco pollen tube // Plant Cell Rep. 2022. V. 41. P. 1301. https://doi.org/10.1007/s00299-022-02860-3
  23. Правдин Л.Ф. Ель европейская и ель сибирская в СССР. М.: Наука, 1975. 200 с.
  24. Белик А.А., Зуева А.О. Выделение, свойства и аминокислотные последовательности двух 1,3-β-D-глюконаз брюхоногого моллюска Lambis sp. // Вестник ДВО РАН. 2018. № 2. С. 159.
  25. Cao Y., Hao R.-Z., Liu M.-Q., An X.-M., Jing Y.-P. Distribution of nuclei and microfilaments during pollen germination in Populus tomentosa Carr. // Afr. J. Agric. Res. 2012. V. 7. P. 2679.
  26. Singh H. Embryology of Gymnosperms. Berl.-Stuttg.: Gerb. Borntraeger, 1978. 304 p.
  27. Козубов Г.М., Тренин В.В., Тихова М.А., Кондратьева В.П. Репродуктивные структуры голосеменных (сравнительное описание). Ленинград: Наука, 1982. 104 с.
  28. Tushabe D., Rosbakh S. A compendium of in vitro germination media for pollen research // Front. Plant Sci. 2021. V. 12: 709945.
  29. Sede A.R., Wengier D.L., Borassi C., Estevez J.M., Muschietti J.P. Imaging and analysis of the content of callose, pectin, and cellulose in the cell wall of Arabidopsis pollen tubes grown in vitro // Pollen and pollen tube biology: methods and protocols / Ed. A. Geitmann. Publisher: Humana. 2020. P. 242. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-0672-8
  30. Schmucher T. Bor als physiologisch entscheidendes element // Naturwiss. 1932. № 20. S. 839. https://doi.org/10.1007/BF01494925
  31. Stanley R.G., Linskens H.F. Pollen (biology, biochemistry, management). Berlin, Heidenberg, N.Y.: Spring-Verlag. 1974. 307 p.
  32. Wang Q.L., Lu L.D., Wu X.Q., Li Y.Q., Lin J.X. Boron influences pollen germination and pollen tube growth in Picea meyeri // Tree Physiol. 2003. V. 23. P. 345. https://doi.org/10.1093/treephys/23.5.345
  33. Korkmaz N., Guneri M. Effect of different boron levels on pollen germination of hicaznar pomegranate (Punica granatum L.) cultivar // Int. J. Agric. Life Sci. 2019. V. 3. P. 151.
  34. Castillo S.E., Tovar J.C., Shamin A., Gutirerrez J., Pearson P., Gehan M.A. A protocol for Chenopodium quinoa pollen germination // Plant Methods. 2022. V. 18: 65. https://doi.org/10.1186/s13007-022-00900-3
  35. Zhou J., Fan C., Liu K., Jing Y. Extracellular ATP is involved in the initiation of pollen germination and tube growth in Picea meyeri // Trees. 2015. V. 29. P. 563. https://doi.org/10.1007/s00468-014-1135-6
  36. Dutta R., Sahai P., Kenneth R., Robinson K.R. Mechanisms involved in pollen tube growth: a review // Plant Cell Biotechnol. Mol. Biol. 2021. V. 22. P. 191. https://ikprress.org/index.php/PCBMB/article/view/7216
  37. Горячкина О.В., Седаева М.И. Морфология и качество пыльцы у видов рода Picea (Pinaceae) из коллекции дендрария Института леса им. В.Н. Сукачева СО РАН // Растительный мир Азиатской России. 2012. № 2(10). С. 27.
  38. Breygina M., Maksimov N., Polevova S., Evmenyeva A. Bipolar pollen germination in blue spruce (Picea pungens) // Protoplasma. 2019. V. 256. P. 941. https://doi.org/10.1007/s00709-018-01333-3
  39. Dawkins M.D., Owens J.N. In vitro and in vivo pollen hydration, germination, and pollen-tube growth in white spruce, Picea glauca (Moench) Voss. // Int. J. Plant Sci. 1993. V. 154. P. 506.
  40. Surso M.V., Chuhchinb D.G., Khviyuzov S.S., Pokryishkin S.A. Mechanism of pollen germination and pollen tubes growth in common juniper (Juniperus communis L.) in vitro // Russ. J. Dev. Biol. 2020. V. 51. P. 294. https://doi.org/10.1134/S1062360420050070

Қосымша файлдар

Қосымша файлдар
Әрекет
1. JATS XML
Жүктеу
2. Fig. 1. The effect of the pH of the medium on pollen germination and growth of pollen tubes of spruce in vitro: 1 ‒ pollen viability; 2 ‒ the average length of the pollen tube.

Жүктеу (74KB)
Метадеректер
3. Fig. 2. The nature of fluorescence of pollen grains of spruce when stained with calcofluor: a, b – pollen after 3 hours hydration in an aqueous suspension; c, d - non–hydrated pollen; a, c – transmitted white light; b, d – fluorescence in UV light.

Жүктеу (106KB)
Метадеректер
4. Fig. 3. Pollen tubes of spruce after germination for 24 hours on an agar medium with 5% sucrose, stained with calcofluorine: b-c, d-d – paired drawings; b, d – transmitted white light, a, c, d – fluorescence in UV light. DFG is the distal furrow of germination, CelR is the cellulose ring.

Жүктеу (101KB)
Метадеректер
5. Fig. 4. Pollen tubes of spruce: a – germination for 24 hours; b, d, e, f, z, i – germination for 72 hours; c, d – germination for 96 hours. Staining: a – bromocresol purple; b – eriochrome black (arrows show the boundaries of the outer ring of cellulose); c – DAPI; g – SYPRO Rubi Protein Gel Stain; e, e – methyl green – pyronine G; g – not stained; h – staining with safranin; i – Coomassie R-250); d-w – branching; w, w – bipolar growth; w, i – teratology. 2-nd PC is the second prothallial cell, GCN is the nucleus of a generative cell, VCN is the nucleus of a vegetative cell, TCN is the nucleus of a tube cell, SpCN is the nucleus of a spermiogenic cell, StCN is a stem cell with a nucleus and cytoplasm.

Жүктеу (242KB)
Метадеректер
6. Fig. 5. The component composition of the spruce pollen tube according to the length gradient according to the results of FT-IR spectroscopy (example). 1 – wavelength 3358 – O-H groups: carbohydrates; 2 – 3030 – C-H bonds: aromatic rings; 3 – 1700 – C= O bonds: carbonyl and carboxyl groups (proteins, RNA, DNA, lipids); 4 – 1632 – peak bound water; 5 – 1512 – amino acids (tyrosine, phenylalanine, tryptophan) and corresponding proteins and possibly aromatic hydrocarbons (phenol); 6 – 1020 – C-O-C bonds: polysaccharides.

Жүктеу (124KB)
Метадеректер
7. Fig. 6. Localization of callose in growing pollen tubes of spruce (a, b, c, d, e, e), the nature of destruction of the outer membranes, walls and tips of the tubes at excessive turgor pressure (w, w, i, k), divergence of the side walls at the tips of the tubes (l, m). Coloring: a, b, c, d, w, z, i, l ‒ aniline blue; d, e, k ‒ aniline blue – J2KJ; m ‒ J2KJ. Fluorescence in ultraviolet (a, b, c, d, e, f, I, l) and transmitted white light (d, z, k, m), d-e, z-i – paired drawings (left – transmitted white light, right – fluorescence). The arrows show the localization of the callose rings.

Жүктеу (292KB)
Метадеректер
8. Fig. 7. Destruction of the outer ring of callose under the influence of laminarinase during: a – 0 min; b – 10 min; c – 20 min; d – 30 min. cal is a callose, tcn is the nucleus of a tube cell.

Жүктеу (127KB)
Метадеректер

© Russian Academy of Sciences, 2024