CDK8/19 в ответе на клеточный стресс на модели эмбриональных фибробластов мыши

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Транскрипционные циклинзависимые киназы CDK8 и CDK19 — ферментативные компоненты Медиаторного комплекса. Предполагается, что CDK19, которая является минорным паралогом CDK8, может в некоторых ситуациях компенсировать отсутствие CDK8, в то время как свидетельства уникальных функций обеих киназ остаются единичными. Подавляющее большинство информации о роли и механизмах действия этих белков получено в экспериментах с использованием культур опухолевых клеток, что может давать нерелевантные результаты в силу накопленных опухолевыми клетками изменений. В связи с этим нами впервые получены мыши (Cdk8fl/fl/Cdk19–/–/Rosa26/Cre/ERT2) с индуцируемым нокаутом Cdk8 на фоне конститутивного нокаута Cdk19 для изучения их совместной роли в целом организме и в первичных клетках. С использованием таких мышей получены эмбриональные фибробласты, нокаут в которых мог индуцироваться 4-гидрокситамоксифеном. Обнаружено, что, в отличие от большинства опухолевых клеток, эмбриональные фибробласты чувствительны к ингибированию и нокауту CDK8/19 — при ингибировании этих киназ значительная часть клеток гибнет за 5 дней, а в случае нокаута скорость их пролиферации падает. Секвенирование РНК из эмбриональных фибробластов с нокаутом Cdk8/Cdk19 выявило изменения в сигнальном пути Wnt, в цитокиновом ответе и в дифференцировке остеокластов. Сниженной оказалась также экспрессия генов, связанных со стероидогенезом, обнаруженная нами ранее. Впервые описаны изменения, связанные с цитоскелетом, адипогенной и остеогенной дифференцировкой, клеточной адгезией, формированием внеклеточного матрикса и биогенезом митохондрий. При изучении ответа эмбриональных фибробластов на стресс мы обнаружили, что ответ на повреждение ДНК, вызванное рентгеновским излучением, и на стимуляцию сывороткой после голодания также опосредован CDK8/19 и значительно снижен в клетках с нокаутом Cdk8/Cdk19.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Е. А. Варламова

Институт биологии гена Российской академии наук; Центр геномных исследований мирового уровня Института биологии гена Российской академии наук (ЦГИМУ ИБГ РАН)

Автор, ответственный за переписку.
Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Москва, 119334; Москва, 119334

Т. А. Кирюхина

Институт биологии гена Российской академии наук

Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Москва, 119334

А. К. Исагулиева

Институт биологии гена Российской академии наук; Федеральный медицинский биофизический центр им. А.И. Бурназяна Федерального медико-биологического агентства России

Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Москва, 119334; Москва, 123098

А. И. Хамидуллина

Институт биологии гена Российской академии наук; Центр геномных исследований мирового уровня Института биологии гена Российской академии наук (ЦГИМУ ИБГ РАН)

Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Москва, 119334; Москва, 119334

М. Ю. Сорокина

Национальный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова Минздрава России

Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург, 197341

Ю. Ю. Силаева

Институт биологии гена Российской академии наук; Центр геномных исследований мирового уровня Института биологии гена Российской академии наук (ЦГИМУ ИБГ РАН)

Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Москва, 119334; Москва, 119334

В. В. Татарский

Институт биологии гена Российской академии наук; Центр геномных исследований мирового уровня Института биологии гена Российской академии наук (ЦГИМУ ИБГ РАН)

Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Москва, 119334; Москва, 119334

А. В. Брутер

Институт биологии гена Российской академии наук; Центр геномных исследований мирового уровня Института биологии гена Российской академии наук (ЦГИМУ ИБГ РАН)

Email: katerinavarlamova196@gmail.com
Россия, Москва, 119334; Москва, 119334

Список литературы

  1. Richter W.F., Nayak S., Iwasa J., Taatjes D.J. (2022) The Mediator complex as a master regulator of transcription by RNA polymerase II.
  2. Fant C.B., Taatjes D.J. (2019) Regulatory functions of the Mediator kinases CDK8 and CDK19.
  3. Alarcón C., Zaromytidou A.I., Xi Q., Gao S., Yu J., Fujisawa S., Barlas A., Miller A.N., Manova-Todorova K., Macias M.J., Sapkota G., Pan D., Massagué J. (2009) Nuclear CDKs drive SMAD transcriptional activation and turnover in BMP and TGF-beta pathways.
  4. Chen M., Liang J., Ji H., Yang Z., Altilia S., Hu B., Schronce A., McDermott M.S.J., Schools G.P., Lim C.U., Oliver D., Shtutman M.S., Lu T., Stark G.R., Porter D.C., Broude E.V., Roninson I.B. (2017) CDK8/19 Mediator kinases potentiate induction of transcription by NF-κB.
  5. Donner A.J., Szostek S., Hoover J.M., Espinosa J.M. (2007) CDK8 is a stimulus-specific positive coregulator of p53 target genes.
  6. Bancerek J., Poss Z.C., Steinparzer I., Sedlyarov V., Pfaffenwimmer T., Mikulic I., Dölken L., Strobl B., Müller M., Taatjes D.J., Kovarik P. (2013) CDK8 kinase phosphorylates transcription factor STAT1 to selectively regulate the interferon response.
  7. Rzymski T., Mikula M., Żyłkiewicz E., Dreas A., Wiklik K., Gołas A., Wójcik K., Masiejczyk M., Wróbel A., Dolata I., Kitlińska A., Statkiewicz M., Kuklinska U., Goryca K., Sapała Ł., Grochowska A., Cabaj A., Szajewska-Skuta M., Gabor-Worwa E., Kucwaj K., Białas A., Radzimierski A., Combik M., Woyciechowski J., Mikulski M., Windak R., Ostrowski J., Brzózka K. (2017) SEL120-34A is a novel CDK8 inhibitor active in AML cells with high levels of serine phosphorylation of STAT1 and STAT5 transactivation domains.
  8. Steinparzer I., Sedlyarov V., Rubin J.D., Eislmayr K., Galbraith M.D., Levandowski C.B., Vcelkova T., Sneezum L., Wascher F., Amman F., Kleinova R., Bender H., Andrysik Z., Espinosa J.M., Superti-Furga G., Dowell R.D., Taatjes D.J., Kovarik P. (2019) Transcriptional responses to IFN-γ require Mediator kinase-dependent pause release and mechanistically distinct CDK8 and CDK19 functions.
  9. Andolfi C., Bartolini C., Morales E., Gündoğdu B., Puhr M., Guzman J., Wach S., Taubert H., Aigner A., Eder I.E., Handle F., Culig Z. (2024) MED12 and CDK8/19 modulate androgen receptor activity and enzalutamide response in prostate cancer. (10), bqae114.
  10. McDermott M.S., Chumanevich A.A., Lim C.U., Liang J., Chen M., Altilia S., Oliver D., Rae J.M., Shtutman M., Kiaris H., Győrffy B., Roninson I.B, Broude E.V. (2017) Inhibition of CDK8 mediator kinase suppresses estrogen dependent transcription and the growth of estrogen receptor positive breast cancer.
  11. Firestein R., Bass A.J., Kim S.Y., Dunn I.F., Silver S.J., Guney I., Freed E., Ligon A.H., Vena N., Ogino S., Chheda M.G., Tamayo P., Finn S., Shrestha Y., Boehm J.S., Jain S., Bojarski E., Mermel C., Barretina J., Chan J.A., Baselga J., Tabernero J., Root D.E., Fuchs C.S., Loda M., Shivdasani R.A., Meyerson M., Hahn W.C. (2008) CDK8 is a colorectal cancer oncogene that regulates beta-catenin activity.
  12. Adler A.S., McCleland M.L., Truong T., Lau S., Modrusan Z., Soukup T.M., Roose-Girma M., Blackwood E.M., Firestein R. (2012) CDK8 maintains tumor dedifferentiation and embryonic stem cell pluripotency.
  13. Galbraith M.D., Andrysik Z., Pandey A., Hoh M., Bonner E.A., Hill A.A., Sullivan K.D., Espinosa J.M. (2017) CDK8 kinase activity promotes glycolysis.
  14. Ilchuk L.A., Kubekina M.V., Okulova Y.D., Silaeva Y.Y., Tatarskiy V.V., Filatov M.A., Bruter A.V. (2023) Genetically engineered mice unveil in vivo roles of the Mediator complex. , 9330.
  15. Westerling T., Kuuluvainen E., Mäkelä T.P. (2007) Cdk8 is essential for preimplantation mouse development.
  16. McCleland M.L., Soukup T.M., Liu S.D., Esensten J.H., de Sousa e Melo F., Yaylaoglu M., Warming S., Roose-Girma M., Firestein R. (2015) Cdk8 deletion in the Apc(Min) murine tumour model represses EZH2 activity and accelerates tumourigenesis.
  17. Zhang Z., Lu Y., Qi Y., Xu Y., Wang S., Chen F., Shen M., Chen M., Chen N., Yang L., Chen S., Wang F., Su Y., Hu M., Wang J. (2022) CDK19 regulates the proliferation of hematopoietic stem cells and acute myeloid leukemia cells by suppressing p53-mediated transcription of p21.
  18. Uehara T., Abe K., Oginuma M., Ishitani S., Yoshihashi H., Okamoto N., Takenouchi T., Kosaki K., Ishitani T. (2020) Pathogenesis of CDK8-associated disorder: two patients with novel CDK8 variants and in vitro and in vivo functional analyses of the variants.
  19. Chen M., Li J., Liang J., Thompson Z.S., Kathrein K., Broude E.V., Roninson I.B. (2019) Systemic toxicity reported for CDK8/19 inhibitors CCT251921 and MSC2530818 is not due to target inhibition. , 1413.
  20. Bruter A.V., Varlamova E.A., Stavskaya N.I., Antysheva Z.G., Manskikh V.N., Tvorogova A.V., Korshunova D.S., Khamidullina A.I., Utkina M.V., Bogdanov V.P., Nikiforova A.I., Albert E.A., Maksimov D.O., Li J., Chen M., Shtil A.A., Roninson I.B., Mogila V.A., Silaeva Y.Y., Tatarskiy V.V. (2024) Knockout of cyclin dependent kinases 8 and 19 leads to depletion of cyclin C and suppresses spermatogenesis and male fertility in mice. eLife. 13, RP96465.
  21. Luyties O., Taatjes D.J. (2022) The Mediator kinase module: an interface between cell signaling and transcription.
  22. Dastagir K., Reimers K., Lazaridis A., Jahn S., Maurer V., Strauß S., Dastagir N., Radtke C., Kampmann A., Bucan V., Vogt P.M. (2014) Murine embryonic fibroblast cell lines differentiate into three mesenchymal lineages to different extents: new models to investigate differentiation processes.
  23. Ilchuk L.A., Stavskaya N.I., Varlamova E.A., Khamidullina A.I., Tatarskiy V.V., Mogila V.A., Kolbutova K.B., Bogdan S.A., Sheremetov A.M., Baulin A.N., Filatova I.A., Silaeva Y.Y., Filatov M.A., Bruter A.V. (2022) Limitations of tamoxifen application for in vivo genome editing using Cre/ERT2 system.
  24. Schneider C.A., Rasband W.S., Eliceiri K.W. (2012) NIH image to ImageJ: 25 years of image analysis.
  25. Piven Y.A., Yastrebova M.A., Khamidullina A.I., Scherbakov A.M., Tatarskiy V.V., Rusanova J.A., Baranovsky A.V., Zinovich V.G., Khlebnicova T.S., Lakhvich F.A. (2022) Novel O-acylated (E)-3-aryl-6,7-dihydrobenzisoxazol-4(5H)-one oximes targeting HSP90-HER2 axis in breast cancer cells.
  26. Zheng M., Morgan-Lappe S.E., Yang J., Bockbrader K.M., Pamarthy D., Thomas D., Fesik S.W., Sun Y. (2008) Growth inhibition and radiosensitization of glioblastoma and lung cancer cells by small interfering RNA silencing of tumor necrosis factor receptor-associated factor 2.
  27. Yang H., Wang H., Ren J., Chen Q., Chen Z.J. (2017) cGAS is essential for cellular senescence.
  28. Li Y.C., Chao T.C., Kim H.J., Cholko T., Chen S.F., Li G., Snyder L., Nakanishi K., Chang C.E., Murakami K., Garcia B.A., Boyer T.G., Tsai K.L. (2021) Structure and noncanonical Cdk8 activation mechanism within an Argonaute-containing Mediator kinase module.
  29. Sooraj D., Sun C., Doan A., Garama D.J., Dannappel M.V., Zhu D., Chua H.K., Mahara S., Wan Hassan W.A., Tay Y.K., Guanizo A., Croagh D., Prodanovic Z., Gough D.J., Wan C., Firestein R. (2022) MED12 and BRD4 cooperate to sustain cancer growth upon loss of Mediator kinase.
  30. Chen M., Li J., Zhang L., Wang L., Cheng C., Ji H., Altilia S., Ding X., Cai G., Altomare D., Shtutman M., Byrum S.D., Mackintosh S.G., Feoktistov A., Soshnikova N., Mogila V.A., Tatarskiy V., Erokhin M., Chetverina D., Prawira A., Ni Y., Urban S., McInnes C., Broude E.V., Roninson I.B. (2023) CDK8 and CDK19: positive regulators of signal-induced transcription and negative regulators of Mediator complex proteins.
  31. Kim S., Leong A., Kim M., Yang H.W. (2022) CDK4/6 initiates Rb inactivation and CDK2 activity coordinates cell-cycle commitment and G1/S transition.
  32. Kouyama R., Suganami T., Nishida J., Tanaka M., Toyoda T., Kiso M., Chiwata T., Miyamoto Y., Yoshimasa Y., Fukamizu A., Horiuchi M., Hirata Y., Ogawa Y. (2005) Attenuation of diet-induced weight gain and adiposity through increased energy expenditure in mice lacking angiotensin II type 1a receptor.
  33. Than A., Xu S., Li R., Leow M.K.-S., Sun L., Chen P. (2017) Angiotensin type 2 receptor activation promotes browning of white adipose tissue and brown adipogenesis.
  34. Sanada Y., Yamamoto T., Satake R., Yamashita A., Kanai S., Kato N., van de Loo F.A., Nishimura F., Scherer P.E., Yanaka N. (2016) Serum amyloid A3 gene expression in adipocytes is an indicator of the interaction with macrophages.
  35. Dang T.T.H., Choi M., Pham H.G., Yun J.W. (2021) Cytochrome P450 2F2 (CYP2F2) negatively regulates browning in 3T3-L1 white adipocytes.
  36. Zein H.S., Abou-Samra E., Scur M., Gutsol A., Hall C.W., Dasgupta B., Gharibeh L., Abujamel T., Medina-Luna D., Gamage G.S., Pelino T.J., Nemer M., Rahim M.M.A., Steinle A., Parsons B.D., Makrigiannis A.P. (2022) Clr-f expression regulates kidney immune and metabolic homeostasis.
  37. Zelová H., Hošek J. (2013) TNF-α signalling and inflammation: interactions between old acquaintances.
  38. Cheng H.-H., Chu L.-Y., Chiang L.-Y., Chen H.-L., Kuo C.-C., Wu K.K. (2016) Inhibition of cancer cell epithelial mesenchymal transition by normal fibroblasts via production of 5-methoxytryptophan.
  39. Chen D.-Q., Wu X.-Q., Chen L., Hu H.-H., Wang Y.-N., Zhao Y.-Y. (2020) Poricoic acid A as a modulator of TPH-1 expression inhibits renal fibrosis via modulating protein stability of β-catenin and β-catenin-mediated transcription.
  40. Tian X., Wu L., Jiang M., Zhang Z., Wu R., Miao J., Liu C., Gao S. (2021) Downregulation of GLYAT facilitates tumor growth and metastasis and poor clinical outcomes through the PI3K/AKT/Snail pathway in human breast cancer.
  41. Hu Q., Zhu L., Li Y., Zhou J., Xu J. (2021) ACTA1 is inhibited by PAX3-FOXO1 through RhoA-MKL1-SRF signaling pathway and impairs cell proliferation, migration and tumor growth in alveolar rhabdomyosarcoma.
  42. Mullin N.K., Mallipeddi N.V., Hamburg-Shields E., Ibarra B., Khalil A.M., Atit R.P. (2017) Wnt/β-catenin signaling pathway regulates specific lncRNAs that impact dermal fibroblasts and skin fibrosis.
  43. Sun R., Zhang X., Gong T., Zhang Y., Wang Q., He C., Ju J., Jin C., Ding W., Gao J., Shen J., Li Q., Shan Z. (2024) Knockdown H19 accelerated iPSCs reprogramming through epigenetic modifications and mesenchymal-to-epithelial transition. , 509.
  44. Jin X.J., Chen X.J., Zhang Z.F., Hu W.S., Ou R.Y., Li S., Xue J.S., Chen L.L., Hu Y., Zhu H. (2019) Long noncoding RNA SNHG12 promotes the progression of cervical cancer via modulating miR-125b/STAT3 axis.
  45. Li Z., Wu Y., Zhang C., Dai S., Wei S., Zhao R., Gao F., Zhao L., Shan B. (2023) LncRNA SNHG5 suppresses cell migration and invasion of human lung adenocarcinoma via regulation of epithelial-mesenchymal transition.
  46. Li Y., Hu J., Guo D., Ma W., Zhang X., Zhang Z., Lu G., He S. (2022) LncRNA SNHG5 promotes the proliferation and cancer stem cell-like properties of HCC by regulating UPF1 and Wnt-signaling pathway.
  47. Zhu M., Wang Q., Tian P., Cheng L., Sun Z., Hong Q., Lv P., Ji L., Liu Y., Tang Q.Q., Wen B. (2021) A long non-coding RNA specifically expressed in early embryos programs the metabolic balance in adult mice. Biochim. Biophys.
  48. Paneru B.D., Chini J., McCright S.J., DeMarco N., Miller J., Joannas L.D., Henao-Mejia J., Titchenell P.M., Merrick D.M., Lim H.W., Lazar M.A., Hill D.A. (2024) Myeloid-derived miR-6236 potentiates adipocyte insulin signaling and prevents hyperglycemia during obesity.
  49. Sallam T., Jones M., Thomas B.J., Wu X., Gilliland T., Qian K., Eskin A., Casero D., Zhang Z., Sandhu J., Salisbury D., Rajbhandari P., Civelek M., Hong C., Ito A., Liu X., Daniel B., Lusis A.J., Whitelegge J., Nagy L., Castrillo A., Smale S., Tontonoz P. (2018) Transcriptional regulation of macrophage cholesterol efflux and atherogenesis by a long noncoding RNA.
  50. Donner A.J., Ebmeier C.C., Taatjes D.J., Espinosa J.M. (2010) CDK8 is a positive regulator of transcriptional elongation within the serum response network.
  51. Ebmeier C.C., Taatjes D.J. (2010) Activator-Mediator binding regulates Mediator-cofactor interactions.
  52. Lloyd R.L., Urban V., Muñoz-Martínez F., Ayestaran I., Thomas J.C., de Renty C., O’Connor M.J., Forment J.V., Galanty Y., Jackson S.P. (2021) Loss of сyclin C or CDK8 provides ATR inhibitor resistance by suppressing transcription-associated replication stress.
  53. Chang K.T., Jezek J., Campbell A.N., Stieg D.C., Kiss Z.A., Kemper K., Jiang P., Lee H.O., Kruger W.D., van Hasselt P.M., Strich R. (2022) Aberrant cyclin C nuclear release induces mitochondrial fragmentation and dysfunction in MED13L syndrome fibroblasts.
  54. Martinez-Fabregas J., Wang L., Pohler E., Cozzani A., Wilmes S., Kazemian M., Mitra S., Moraga I. (2020) CDK8 fine-tunes IL-6 transcriptional activities by limiting STAT3 resident time at the gene loci.
  55. Kulics J., Colten H.R., Perlmutter D.H. (1990) Counterregulatory effects of interferon-gamma and endotoxin on expression of the human C4 genes.
  56. Yan B., Freiwald T., Chauss D., Wang L., West E., Mirabelli C., Zhang C.J., Nichols E.M., Malik N., Gregory R., Bantscheff M., Ghidelli-Disse S., Kolev M., Frum T., Spence J.R., Sexton J.Z., Alysandratos K.D., Kotton D.N., Pittaluga S., Bibby J., Niyonzima N., Olson M.R., Kordasti S., Portilla D., Wobus C.E., Laurence A., Lionakis M.S., Kemper C., Afzali B., Kazemian M. (2021) SARS-CoV-2 drives JAK1/2-dependent local complement hyperactivation.
  57. Sadzak I., Schiff M., Gattermeier I., Glinitzer R., Sauer I., Saalmüller A., Yang E., Schaljo B., Kovarik P. (2008) Recruitment of STAT1 to chromatin is required for interferon-induced serine phosphorylation of STAT1 transactivation domain.
  58. Tsitsikov E.N., Laouini D., Dunn I.F., Sannikova T.Y., Davidson L., Alt F.W., Geha R.S. (2001) TRAF1 is a negative regulator of TNF signaling. enhanced TNF signaling in TRAF1-deficient mice.
  59. Quiros P.M., Goyal A., Jha P., Auwerx J. (2017) Analysis of mtDNA/nDNA ratio in mice.
  60. Wegrzyn J., Potla R., Chwae Y.J., Sepuri N.B., Zhang Q., Koeck T., Derecka M., Szczepanek K., Szelag M., Gornicka A., Moh A., Moghaddas S., Chen Q., Bobbili S., Cichy J., Dulak J., Baker D.P., Wolfman A., Stuehr D., Hassan M.O., Fu X.Y., Avadhani N., Drake J.I., Fawcett P., Lesnefsky E.J., Larner A.C. (2009) Function of mitochondrial Stat3 in cellular respiration.
  61. Fernando C.D., Jayasekara W.S.N., Inampudi C., Kohonen-Corish M.R.J., Cooper W.A., Beilharz T.H., Josephs T.M., Garama D.J., Gough D.J. (2023) A STAT3 protein complex required for mitochondrial mRNA stability and cancer.
  62. Liao J.Z., Chung H.L., Shih C., Wong K.K.L., Dutta D., Nil Z., Burns C.G., Kanca O., Park Y.J., Zuo Z., Marcogliese P.C., Sew K., Bellen H.J., Verheyen E.M. (2024) Cdk8/CDK19 promotes mitochondrial fission through Drp1 phosphorylation and can phenotypically suppress pink1 deficiency in Drosophila.
  63. Chen J., Liu W. (2023) Lin28a induced mitochondrial dysfunction in human granulosa cells via suppressing LARS2 expression.
  64. Yastrebova M.A., Khamidullina A.I., Tatarskiy V.V., Scherbakov A.M. (2021) Snail-family proteins: role in carcinogenesis and prospects for antitumor therapy.
  65. Wang H., Wang H.S., Zhou B.H., Li C.L., Zhang F., Wang X.F., Zhang G., Bu X.Z., Cai S.H., Du J. (2013) Epithelial-mesenchymal transition (EMT) induced by TNF-α requires AKT/GSK-3β-mediated stabilization of Snail in colorectal cancer.
  66. Chen Y., Wen H., Zhou C., Su Q., Lin Y., Xie Y., Huang Y., Qiu Q., Lin J., Huang X., Tan W., Min C., Wang C. (2019) TNF-α derived from M2 tumor-associated macrophages promotes epithelial-mesenchymal transition and cancer stemness through the Wnt/β-catenin pathway in SMMC-7721 hepatocellular carcinoma cells.
  67. Lynch C.J., Bernad R., Martínez-Val A., Shahbazi M.N., Nóbrega-Pereira S., Calvo I., Blanco-Aparicio C., Tarantino C., Garreta E., Richart-Ginés L., Alcazar N., Graña-Castro O., Gómez-Lopez G., Aksoy I., Muñoz-Martín M., Martinez S., Ortega S., Prieto S., Simboeck E., Camasses A., Stephan-Otto Attolini C., Fernandez A.F., Sierra M.I., Fraga M.F., Pastor J., Fisher D., Montserrat N., Savatier P., Muñoz J., Zernicka-Goetz M., Serrano M. (2020) Global hyperactivation of enhancers stabilizes human and mouse naive pluripotency through inhibition of CDK8/19 Mediator kinases.
  68. Bernad R., Lynch C.J., Urdinguio R.G., Stephan-Otto Attolini C., Fraga M.F., Serrano M. (2021) Stability of imprinting and differentiation capacity in naïve human cells induced by chemical inhibition of CDK8 and CDK19.
  69. Jang Y., Kang S., Han H.H., Kim B.G., Cho N.H. (2024) CD24 induced cellular quiescence-like state and chemoresistance in ovarian cancer cells via miR-130a/301a-dependent CDK19 downregulation.
  70. Kuchur O.A., Zavisrskiy A.V., Shtil A.A. (2023) Transcriptional reprogramming regulates tumor cell survival in response to ionizing radiation: a role of p53.
  71. Serrao A., Jenkins L.M., Chumanevich A.A., Horst B., Liang J., Gatza M.L., Lee N.Y., Roninson I.B., Broude E.V., Mythreye K. (2018) Mediator kinase CDK8/CDK19 drives YAP1-dependent BMP4-induced EMT in cancer.
  72. Ho T.-Y., Sung T.-Y., Pan S.-L., Huang W.-J., Hsu K.-C., Hsu J.-Y., Lin T.E., Hsu C.-M., Yang C.-R. (2023) The study of a novel CDK8 inhibitor E966-0530-45418 that inhibits prostate cancer metastasis in vitro and in vivo.
  73. Galbraith M.D., Allen M.A., Bensard C.L., Wang X., Schwinn M.K., Qin B., Long H.W., Daniels D.L., Hahn W.C., Dowell R.D., Espinosa J.M. (2013) HIF1A employs CDK8-Mediator to stimulate RNAPII elongation in response to hypoxia.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. CDK8/19 необходимы для жизнеспособности эмбриональных фибробластов мыши (MEF) in vitro. а — Подтверждение элиминирования CDK8 в клетках MEF через 72 ч инкубации в присутствии 4-гидрокситамоксифена (4-OHT). Каждая дорожка соответствует линии MEF, полученной из отдельного эмбриона. б — Уровень циклина С снижается до недетектируемого только в отсутствие обеих киназ CDK8 и CDK19. в — Через 14 дней после индукции нокаута генов Cdk8/Cdk19 (iR/8–/19–) пролиферативная активность клетках MEF снижается в 1.5 раза по сравнению с MEF дикого типа (WT). г — Распределение MEF с нокаутом генов Cdk8/Cdk19–(iR/8–/19–) по фазам клеточного цикла не отличается от распределения контрольных MEF без индукции (R/8fl/19–) на протяжении всего времени эксперимента (21 день). G0-G1 соответствует фазе клеточного цикла с диплоидным набором хромосом; G2-M — с тетраплоидным набором хромосом; S — синтетической фазе цикла; фракция subG1 — клетки с фрагментированной ДНК (мертвые клетки). д — Сенексин Б вызывает дозозависимую гибель клеток MEF дикого типа в течение 5 дней (IC50 = 0.39 ± 0.7 мкМ). е — Сенексин Б в концентрации 1 мкМ приводит к гибели 72.0 ± 6.9% клеток MEF дикого типа. Уровень фосфорилирования pRb по остаткам серина в положениях 807/811 (фосфо-pRb S807/811) снижается через 14 дней после индукции нокаута Cdk8 в клетках MEF iR/8–/19– (ж), и через 72 ч инкубации в присутствии 1 мкМ сенексина Б (з). Денситометрический анализ вестерн-блотов выполнен в трех (ж) и в шести (з) биологических повторах для клеток MEF, полученных из разных эмбрионов (ns – данные статистически незначимы, *p < 0.05).

Скачать (76KB)
Метаданные
3. Рис. 2. В эмбриональных фибробластах мыши (MEF) через 14 дней после индукции нокаута Cdk8/Cdk19 изменяются процессы, связанные с реакцией на воспаление, метаболизмом и динамикой цитоскелета. а — Точечная диаграмма распределения (dot plot) зависимости дифференциальной экспрессии генов (ДЭГ) от величины lgp_adjust. Серым обозначены недостоверно изменяющиеся гены (p_adjust < 0.05). Зеленым обозначены гены, функции которых более подробно описаны в тексте. Результаты обогащения биологических процессов (GО-анализ) (б) и молекулярных путей (по базе данных KEGG) ДЭГ (в). Обозначения: WT — R/8fl MEF без индукции (фибробласты дикого типа), iR/8–/19– — MEF с нокаутом Cdk8/Cdk19. Анализ выполнен на языке R с помощью библиотеки clusterProfiler. г — В iR/8–/19– MEF нарушена регуляция экспрессии генов, кодируемых геномом митохондрий (mt-Nd4, mt-Nd5, mt-Nd2, mt-Nd6, mt-Te, mt-Rnr, mt-Cytb), и ядерных генов, кодирующих митохондриальные белки (Lars2 и Trmt112-ps2). д — В iR/8–/19– MEF изменяется экспрессия различных некодирующих РНК.

Скачать (112KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Отсутствие CDK8/19 приводит к снижению уровня ключевых белков, вовлеченных в различные клеточные процессы. Результаты вестерн-блотинга MEF через 3 и 14 дней после индукции нокаута гена Cdk8 1 мкМ 4-гидрокситамоксифеном (4-OHT). Снижение уровня белков β-катенина, p65 и ERK1/2 подтверждает результаты секвенирования РНК MEF iR/8–/19–.

Скачать (44KB)
Метаданные
5. Рис. 4. CDK8/19 принимают участие в реакции MEF на стимуляцию сывороткой и повреждение ДНК. а — MEF медленнее пролиферируют в ответ на стимуляцию 10% DMEM в отсутствие CDK8/19. Изменение скорости пролиферации рассчитано относительно первого дня стимуляции. б — Динамика изменения распределения клеток по фазам клеточного цикла в течение 24 ч после добавления 10% DMEM. в — Нокаут генов Cdk8/Cdk19, в отличие от ингибирования их киназной активности, приводит к менее выраженной индукции генов ответа на сыворотку. ns — изменения статистически незначимы, *p < 0.05, ****p < 0.00001. г — Результаты вестерн-блотинга тотального белка MEF дикого типа и iR/8–/19– через 48 и 74 ч после воздействия рентгеновского излучения в дозе 4 или 7 гр. В MEF с нокаутом Cdk8/Cdk19 наблюдается менее выраженный ответ на повреждение ДНК и более высокий уровень маркера активации апоптоза (p53).

Скачать (71KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025